| کد مقاله | کد نشریه | سال انتشار | مقاله انگلیسی | نسخه تمام متن |
|---|---|---|---|---|
| 2423834 | 1552932 | 2009 | 7 صفحه PDF | دانلود رایگان |
کلمات کلیدی
1- مقدمه
2- مواد و روش ها
1.2 آماده سازی هموسیت ها
2.2 پروتکل تماس
3.2 سیتومتری جریان
4.2 اندازه ی سلول و زنده مانی
5.2 انفجار تنفسی (RB)
6.2 پتانسیل غشای میتوکندری (MMP)
7.2 فعالیت فنول اکسیداز (PO)
8.2 آنالیزهای آماری
3- نتایج
1.3 نوع هموسیت
شکل 1- (A) نمودار نقطه ای FSC و SSC روی هموسیت های لیتوپنئوس وانامی. (B) هیستوگرام توزیع FSC. مارکر یک (M1) و مارکر دو (M2) بترتیب سلول های کوچک و بزرگ اندازه را نشان می دهند. (C) هیستوگرام توزیع فلورسنت PI که برای ارزیابی زنده مانی هموسیت بکاررفت. سلول های زنده و غیرزنده بترتیب به مارکر سه (M3) و مارکر چهار (M4) تخصیص داده می شوند.
2.3 تاثیر LPS روی اندازه ی سلول
3.3 تاثیرات LPS روی زنده مانی سلول
شکل 2- سیر زمانی تغییرات اندازه ی هموسیت های تیمارشده با LPS. مقادیر میانگین ± انحراف معیار سه تکرار را نشان می دهد. (A) تیمارهای LPS و کنترل. (B) تیمار TI و TI بعلاوه LPS.
4.3 تاثیرات LPS روی RB
5.3 تاثیرات LPS روی MMP
شکل 3- سیر زمانی تغییرات زنده مانی هموسیت های تیمارشده با LPS. مقادیر میانگین ± انحراف معیار سه تکرار را نشان می دهند. (A) تیمارهای LPS و کنترل. (B) TI و TI بعلاوه LPS
6.3 تاثیرات LPS روی فعالیت PO
4- بحث
شکل 4 تصویر میکرسکوپ نوری سلول ها پس از تیمار با LPS بمدت 160 دقیقه. سلول های آبی رنگ شده معرف سلول های مرده هستند. اندازه میله 20 میکرومتر است.
شکل 5- سیر زمانی تغییرات میانگین فلورسنت DCF هموسیت ها. مقادیر میانگین ± انحراف معیار از سه تکرار را نشان می دهند. *P<0.05, **P<0.01, ***P<0.001
شکل 6- سیر زمانی تغییرات میانگین فلورسنت DIOC6 هموسیت ها. مقادیر میانگین ± انحراف معیار از سه تکرار را نشان می دهند. *P<0.05, **P<0.01, ***P<0.001
شکل 7- فعالیت فنول اکسیداز از سوپرناتانت های هموسیت های لیتوپنئوس وانامی جمع آوری شده پس از انکوباسیون در LPS، TI یا SSS بمدت 160 دقیقه. T: تریپسین؛ TI: بازدارنده ی تریپسین. مقادیر میانگین ± انحراف معیار از سه تکرار (n=9) هستند. بالانویس های ناهمسان، تفاوت های معنادار با میانگین ها را نشان می دهند (P<0.05).
In this study, the cell size, viability, respiratory burst (RB) and mitochondrial membrane potential (MMP) of lipopolysaccharide (LPS)-treated haemocytes from Litopenaeus vannamei were measured by flow cytometry, and phenoloxidase (PO) activity of the cell supernatants was also determined. Three concentrations of LPS (1, 3 and 5 µg ml− 1) were used to determine the effects of LPS on haemocytes. The results revealed that haemocytes treated by LPS in vitro showed conspicuous dose- and time-dependent decreases in cell size and viability. The addition of trypsin inhibitor (TI) which inhibits serine proteinases further delayed the cell size reduction and cell death caused by LPS, implying that serine proteinases were involved in the cell responses. PO activities of the supernatants from LPS-treated cells were significantly higher than that from the control. These results indicated that cell size reduction caused by LPS appeared to be related to degranulation of semigranular and granular cells to release components of proPO system. RB activities were induced by LPS, but not by PMA. Sustaining and tremendous increase of RB occurred during the course of experiment, suggesting that LPS is a more efficient activator to RB of L. vannamei haemocytes than PMA. Specially, MMP of the LPS-treated haemocytes rose at first and then dropped, and which was significantly lower than that of control after 120 min incubation with LPS. The initial increase in MMP may have a relation to energy supply for cellular processes, and the later decrease of MMP represent cell apoptosis. Decreases on cell viability and MMP may be related to the overfull product of ROS which oxidized mitochondrial membrane and cell constituents. Though LPS stimulated PO activity of L. vannamei, LPS at the concentrations used in the present study is cytotoxic. These facts suggest that LPS should be carefully used as immunomodulator for shrimp.
Journal: Aquaculture - Volume 298, Issues 1–2, 16 December 2009, Pages 139–145